معلومة

التوليف ثنائي الطبقات؟

التوليف ثنائي الطبقات؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

إذا أردنا تصميم طبقة ثنائية من حمض Myristic (14 حمض دهني كربوني). متوسط ​​طول الرابطة بين C-C هو 1.5 أ. ما هو متوسط ​​سمك الغشاء؟

تم التعديل لتضمين محاولة OP التي تم نشرها في تعليق:

يوجد 13 رابطة سي سي في حمض ميريستيك ، 13 * 1.5 = 19.5 أمبير. 1A = o.1nm ... لذا 19.5A = 1.95nm ، لذا فإن متوسط ​​السماكة سيكون 1.95nm. نظرًا لأن الغشاء عبارة عن طبقة ثنائية ، فسيكون 3.9 نانومتر


Lewis & Engelman (1983) يختلف سمك طبقة الدهون ثنائية الطبقة خطيًا مع طول سلسلة الأسيل في حويصلات فوسفاتيديل كولين السائل. جيه مول. بيول. 166: 211 - 217.

يحتوي الجدول 1 والشكل 3 على المعلومات التي تحتاجها. بالنسبة إلى C14: 0 ، يُعطى سمك طبقة الهيدروكربون الثنائية على شكل 23 Å. فقط في حال كان هذا واجبًا منزليًا ، سأتركك لتحويل ذلك إلى نانومتر.

أضيف لاحقًا

فقط لمتابعة التعليقات ، كما لمح من قبل Shigeta ، إذا كنت تريد حساب سماكة الطبقة الثنائية المقدرة ، يجب أن تأخذ في الاعتبار زاوية رابطة C-C-C والتي بالنسبة للكربون رباعي السطوح هي 109.46 درجة.

وبالتالي فإن المسافة بين ذرتين C في سلسلة C ممتدة هي 2 x 1.5 x sin (109.46 / 2) = 2.45 Å

بالنسبة لـ C14: 0 ، يكون الطول بعد ذلك 6.5 × 2.45 = 15.9 (من الميثيل C إلى الكربونيل C).

لذلك ، سماكة الطبقة الثنائية المحسوبة = 31.8 Å بالإضافة إلى أي مسافة بين سلسلتي C في مركز الطبقة الثنائية. لا يزال هذا أكبر بكثير من 23 Å المبلغ عنها.

من الواضح أن الطبقة الثنائية لا تتكون من سلاسل هيدروكربونية ممتدة. من المفترض أن السلاسل انهارت جزئيًا (في المتوسط) وقد تتداخل أيضًا إلى حد ما.


مواد تشبه الأنسجة ثنائية الطبقة

المواد اللينة سريعة الاستجابة التي تحاكي وتوسع وظيفة الأنسجة البيولوجية يمكن أن تحدث ثورة في التصنيع الحيوي ، والحوسبة ، والروبوتات ، والاستشعار ، والفصل. في هذا المشروع ، نهدف إلى محاكاة إعادة تشكيل الأنسجة البيولوجية وقابليتها للتكيف باستخدام نظام معياري من المكونات الديناميكية ذاتية التجميع. سيمكن ذلك من تصميم وتوليف وتجميع فئة جديدة من المواد اللينة متعددة الوظائف. ستشكل هذه المواد منصة للبحث في عدد من المفاهيم العلمية الناشئة والراسخة بما في ذلك الحوسبة العصبية ، والتحفيز في كيمياء التدفق ، وفصل المحاكاة الحيوية ، ونقل الإلكترون بين الأنواع ، والبيولوجيا التركيبية الخالية من الخلايا ، والروبوتات اللينة. على وجه التحديد ، نقترح تطوير ملف طبقة ثنائية لواجهة القطرة منصة (DIB) التي تدمج جزيئات تشكيل الأغشية (البوليمرات المشتركة للكتل البرمائية ، والدهون ، والببتويدات) ، وناقلات الأغشية (بروتينات الغشاء والقنوات فوق الجزيئية الاصطناعية) ، وخلايا كاملة (هندسية وأصلية) ، والمواد النانوية (النقاط الكمومية ، والمواد ثنائية الأبعاد ، والبوليمرات المتجاوبة ) لتشكيل مقصورات ذات بوابات جزيئية يمكن معالجتها بشكل فردي داخل مصفوفة قابلة للبلمرة. يستفيد DIB من تجميع أغشية المحاكاة الحيوية النانوية (طبقات ثنائية) بين قطيرات مائية مغلفة بالبوليمر المشترك أو كتلة دهنية مغمورة في وسط كاره للماء ، مثل زيت قابل للبلمرة أو مادة عضوية. يقدم DIB العديد من المزايا المحددة لإنشاء مواد محاكاة حيوية مجزأة: أولاً ، تتيح الطبقة الثنائية التي تتكون بين القطيرات إعادة تكوين الجزيئات الحيوية المستجيبة للمنبهات ، بما في ذلك بروتينات الغشاء والببتيدات النشطة للأغشية والقنوات الاصطناعية ، والتي يمكن استخدامها للتحكم في النقل بين الأقسام. ثانيًا ، تمكّن طريقة DIB بشكل فريد من التجميع المنقوش لشبكات القطيرات ثنائية وثلاثية الأبعاد التي تحاكي التنظيم الهرمي وفصل الغشاء للخلايا في الأنسجة الحية والتي يمكن أن تظهر وظائف جماعية. سيركز البحث المقترح خلال مشروع البذور على تطبيق محدد وعرض توضيحي لمنصة DIB من خلال تطوير غشاء "حي" جديد للفصل الانتقائي / التفاعلي يمكنه إزالة الملوثات المائية الشائعة - النترات. النترات هي المسؤولة عن زيادة المغذيات في المسطحات المائية مثل البحيرات وخليج المكسيك مما يؤدي إلى تكاثر الطحالب الكبيرة والتغذيات. نقترح تنفيذ ثلاث استراتيجيات لإثبات براعة منصة DIB لالتقاط النترات وتدهورها باستخدام الإنزيمات والميكروبات التي يمكن استخدامها كمواد قابلة للنشر لتحلل النترات.

يتم دعم مركز الديناميكيات والتحكم في المواد (CDCM) من قبل مؤسسة العلوم الوطنية تحت رقم جائزة NSF DMR-1720595. يتم توفير دعم إضافي من قبل جامعة تكساس في أوستن.


الشبكة الإندوبلازمية

الشبكة الإندوبلازمية هي عضية مسؤولة عن تخليق الدهون وتعديل البروتينات.

أهداف التعلم

وصف بنية الشبكة الإندوبلازمية ودورها في التوليف والتمثيل الغذائي

الماخذ الرئيسية

النقاط الرئيسية

  • إذا كانت الشبكة الإندوبلازمية (ER) بها ريبوسومات مرتبطة بها ، فإنها تسمى ER خشنة إذا لم تكن كذلك ، فإنها تسمى ER السلس.
  • تستخدم البروتينات التي تصنعها الشبكة الإندوبلازمية الخشنة خارج الخلية.
  • تشمل وظائف الشبكة الإندوبلازمية الملساء تخليق الكربوهيدرات والدهون وهرمونات الستيرويد وإزالة السموم من الأدوية والسموم وتخزين أيونات الكالسيوم.

الشروط الاساسية

  • التجويف: التجويف أو القناة داخل الأنبوب أو العضو الأنبوبي.
  • شبكية: شبكة

الشبكة الإندوبلازمية

الشبكة الإندوبلازمية (ER) عبارة عن سلسلة من الأكياس والأنابيب الغشائية المترابطة التي تعدل البروتينات بشكل جماعي وتصنع الدهون. ومع ذلك ، يتم تنفيذ هاتين الوظيفتين في مناطق منفصلة من ER: ER الخام و ER سلس. يسمى الجزء المجوف من أنابيب ER بالفضاء التجويف أو الصهريج. غشاء ER ، وهو طبقة ثنائية فسفوليبيدية مدمجة مع البروتينات ، مستمر مع الغلاف النووي.

الخام ER

شبكية إندوبلازمية خشنة: يُظهر هذا المجهر الإلكتروني النافذ الشبكة الإندوبلازمية الخشنة والعضيات الأخرى في خلية البنكرياس.

سميت الشبكة الإندوبلازمية الخشنة (RER) بهذا الاسم لأن الريبوسومات المتصلة بسطحها السيتوبلازمي تمنحها مظهرًا مرصعًا عند عرضها من خلال مجهر إلكتروني. تنقل الريبوسومات بروتيناتها المركبة حديثًا إلى تجويف RER حيث تخضع لتعديلات هيكلية ، مثل الطي أو الحصول على سلاسل جانبية. سيتم دمج هذه البروتينات المعدلة في أغشية خلوية - غشاء ER أو غشاء عضيات أخرى - أو تفرز من الخلية (مثل هرمونات البروتين والإنزيمات). يصنع RER أيضًا الدهون الفوسفورية للأغشية الخلوية. إذا كانت الدهون الفوسفورية أو البروتينات المعدلة غير مقدر لها البقاء في RER ، فسوف تصل إلى وجهتها عبر حويصلات النقل التي تتبرعم من غشاء RER & # 8217s. نظرًا لأن RER يعمل في تعديل البروتينات (مثل الإنزيمات ، على سبيل المثال) التي سيتم إفرازها من الخلية ، فإن RER موجود بكثرة في الخلايا التي تفرز البروتينات. هذا هو الحال مع خلايا الكبد ، على سبيل المثال.

سلس ER

الشبكة الإندوبلازمية الملساء (SER) مستمرة مع RER ولكن لديها القليل من الريبوسومات أو لا تحتوي على ريبوسومات على سطحها السيتوبلازمي. تشمل وظائف SER تخليق الكربوهيدرات والدهون وهرمونات الستيرويد وإزالة السموم من الأدوية والسموم وتخزين أيونات الكالسيوم. في خلايا العضلات ، يكون SER متخصص يسمى الشبكة الساركوبلازمية مسؤولة عن تخزين أيونات الكالسيوم اللازمة لتحفيز الانقباضات المنسقة لخلايا العضلات.


محتويات

عندما تتعرض الفسفوليبيدات للماء ، فإنها تتجمع ذاتيًا في صفيحة من طبقتين مع ذيول كارهة للماء تشير إلى مركز الصفيحة. ينتج عن هذا الترتيب "وريقتان" كل منهما عبارة عن طبقة جزيئية واحدة. لا يحتوي مركز هذه الطبقة الثنائية على ماء تقريبًا ويستبعد جزيئات مثل السكريات أو الأملاح التي تذوب في الماء. عملية التجميع مدفوعة بالتفاعلات بين الجزيئات الكارهة للماء (وتسمى أيضًا التأثير الكارهة للماء). تسمح الزيادة في التفاعلات بين الجزيئات الكارهة للماء (مما يتسبب في تجمع المناطق الكارهة للماء) لجزيئات الماء بالترابط بحرية أكبر مع بعضها البعض ، مما يزيد من إنتروبيا النظام. تتضمن هذه العملية المعقدة تفاعلات غير تساهمية مثل قوى فان دير فال والروابط الكهروستاتيكية والهيدروجينية.

تحرير تحليل المقطع العرضي

طبقة الدهون الثنائية رقيقة جدًا مقارنة بأبعادها الجانبية. إذا كانت الخلية الثديية نموذجية (قطر

10 ميكرومتر) إلى حجم بطيخة (

1 قدم / 30 سم) ، ستكون الطبقة الدهنية الثنائية المكونة لغشاء البلازما بسمك قطعة من ورق المكتب. على الرغم من أن سمكها لا يتجاوز بضعة نانومترات ، إلا أن الطبقة الثنائية تتكون من عدة مناطق كيميائية متميزة عبر مقطعها العرضي. تم تمييز هذه المناطق وتفاعلاتها مع المياه المحيطة بها على مدى العقود العديدة الماضية باستخدام قياس انعكاس الأشعة السينية ، [4] تشتت النيوترونات [5] وتقنيات الرنين المغناطيسي النووي.

المنطقة الأولى على جانبي الطبقة الثنائية هي مجموعة الرأس المحبة للماء. هذا الجزء من الغشاء رطب تمامًا ويبلغ سمكه عادة حوالي 0.8-0.9 نانومتر. في طبقات الفسفوليبيد الثنائية ، تقع مجموعة الفوسفات داخل هذه المنطقة المائية ، حوالي 0.5 نانومتر خارج النواة الكارهة للماء. [6] في بعض الحالات ، يمكن أن تمتد المنطقة المائية إلى أبعد من ذلك ، على سبيل المثال في الدهون التي تحتوي على بروتين كبير أو سلسلة سكر طويلة مطعمة في الرأس. أحد الأمثلة الشائعة على مثل هذا التعديل في الطبيعة هو طبقة عديد السكاريد الدهنية على الغشاء الخارجي البكتيري ، [7] والتي تساعد في الاحتفاظ بطبقة مائية حول البكتيريا لمنع الجفاف.

بجانب المنطقة المميهة توجد منطقة وسيطة رطبة جزئيًا فقط. يبلغ سمك هذه الطبقة الحدودية 0.3 نانومتر تقريبًا. ضمن هذه المسافة القصيرة ، ينخفض ​​تركيز الماء من 2 متر على جانب مجموعة الرأس إلى ما يقرب من الصفر على جانب الذيل (اللب). [8] [9] النواة الكارهة للماء للطبقة الثنائية عادة ما تكون بسمك 3-4 نانومتر ، لكن هذه القيمة تختلف باختلاف طول السلسلة والكيمياء. [4] [10] يختلف سمك اللب أيضًا بشكل كبير مع درجة الحرارة ، خاصة بالقرب من مرحلة الانتقال. [11]

تحرير عدم التماثل

في العديد من الطبقات الثنائية التي تحدث بشكل طبيعي ، تختلف تركيبات وريقات الأغشية الداخلية والخارجية. في خلايا الدم الحمراء البشرية ، تتكون النشرة الداخلية (السيتوبلازمية) في الغالب من فوسفاتيد إيثانولامين ، فسفاتيديل سيرين وفوسفاتيديل إلينوزيتول ومشتقاته الفسفورية. على النقيض من ذلك ، النشرة الخارجية (خارج الخلية) تعتمد على فسفاتيديل كولين ، سفينغوميلين ومجموعة متنوعة من جليكوليبيدات. [12] [13] في بعض الحالات ، يعتمد عدم التناسق هذا على مكان تكوين الدهون في الخلية ويعكس اتجاهها الأولي. [14] الوظائف البيولوجية لعدم تناسق الدهون غير مفهومة تمامًا ، على الرغم من أنه من الواضح أنها تستخدم في عدة مواقف مختلفة. على سبيل المثال ، عندما تخضع الخلية لموت الخلايا المبرمج ، يتم نقل الفوسفاتيديل سيرين - الذي يتم وضعه عادةً في النشرة السيتوبلازمية - إلى السطح الخارجي: هناك ، يتم التعرف عليه بواسطة البلاعم التي تقوم بعد ذلك بكسح الخلية المحتضرة.

ينشأ عدم تناسق الدهون ، جزئيًا على الأقل ، من حقيقة أن معظم الدهون الفسفورية يتم تصنيعها وإدخالها في البداية في الطبقة الأحادية الداخلية: يتم بعد ذلك نقل تلك التي تشكل الطبقة الأحادية الخارجية من الطبقة الأحادية الداخلية بواسطة فئة من الإنزيمات تسمى flippases. [15] [16] يبدو أن الدهون الأخرى ، مثل السفينغوميلين ، يتم تصنيعها في النشرة الخارجية. Flippases هي أعضاء في عائلة أكبر من جزيئات نقل الدهون التي تشمل أيضًا floppases ، والتي تنقل الدهون في الاتجاه المعاكس ، و scramblases ، التي تقوم بالتوزيع العشوائي للدهون عبر طبقات ثنائية الدهون (كما هو الحال في الخلايا المبرمجة). على أي حال ، بمجرد إنشاء عدم تناسق الدهون ، لا يتبدد عادة بسرعة لأن التقليب التلقائي للدهون بين المنشورات يكون بطيئًا للغاية. [17]

من الممكن محاكاة عدم التناسق هذا في المختبر في نماذج الأنظمة ثنائية الطبقة. ستجعل أنواعًا معينة من الحويصلة الاصطناعية الصغيرة جدًا نفسها غير متماثلة إلى حد ما تلقائيًا ، على الرغم من أن الآلية التي يتم من خلالها إنشاء هذا التباين مختلفة تمامًا عن تلك الموجودة في الخلايا. [18] من خلال استخدام طبقتين أحاديتين مختلفتين في ترسيب لانجموير-بلودجيت [19] أو مزيج من ترسب لانجموير بلودجيت وتمزق الحويصلة [20] ، من الممكن أيضًا تركيب طبقة ثنائية مستوية غير متماثلة. قد يُفقد عدم التناسق هذا بمرور الوقت حيث يمكن أن تكون الدهون في الطبقات الثنائية المدعومة عرضة للتقليب. [21]

المراحل وانتقالات الطور تحرير

عند درجة حرارة معينة ، يمكن أن توجد طبقة دهنية ثنائية في مرحلة سائلة أو هلامية (صلبة). تتمتع جميع الدهون بدرجة حرارة مميزة تنتقل (تذوب) عندها من الهلام إلى الطور السائل. في كلتا المرحلتين ، يتم منع جزيئات الدهون من التقليب عبر الطبقة الثنائية ، ولكن في طبقات ثنائية الطور السائل ، يتبادل الدهن مع جاره ملايين المرات في الثانية. يسمح هذا التبادل العشوائي للمشي بانتشار الدهون وبالتالي التجول عبر سطح الغشاء. [22] على عكس الطبقات الثنائية للطور السائل ، فإن الدهون في طبقة ثنائية الطور الهلامي لها قدرة أقل على الحركة.

يتم تحديد سلوك الطور لطبقات الدهون الثنائية إلى حد كبير من خلال قوة تفاعلات Van der Waals الجذابة بين جزيئات الدهون المجاورة. تحتوي الدهون ذات الذيل الأطول على مساحة أكبر للتفاعل عليها ، مما يزيد من قوة هذا التفاعل ، ونتيجة لذلك ، يقلل من حركة الدهون. وهكذا ، عند درجة حرارة معينة ، سيكون الدهن قصير الذيل أكثر سيولة من الدهن طويل الذيل المتطابق. [10] يمكن أن تتأثر درجة الحرارة الانتقالية أيضًا بدرجة عدم تشبع ذيول الدهون. يمكن أن ينتج عن الرابطة المزدوجة غير المشبعة التواء في سلسلة الألكان ، مما يؤدي إلى تعطيل تعبئة الدهون. يخلق هذا الاضطراب مساحة خالية إضافية داخل الطبقة الثنائية تسمح بمرونة إضافية في السلاسل المجاورة. [10] مثال على هذا التأثير يمكن ملاحظته في الحياة اليومية حيث أن الزبدة ، التي تحتوي على نسبة كبيرة من الدهون المشبعة ، تكون صلبة في درجة حرارة الغرفة بينما الزيت النباتي ، وهو في الغالب غير مشبع ، سائل.

معظم الأغشية الطبيعية عبارة عن خليط معقد من جزيئات دهنية مختلفة. إذا كانت بعض المكونات سائلة عند درجة حرارة معينة بينما كان البعض الآخر في مرحلة الهلام ، فيمكن أن تتعايش المرحلتان في مناطق منفصلة مكانيًا ، مثل جبل جليدي يطفو في المحيط. يلعب فصل الطور هذا دورًا مهمًا في الظواهر الكيميائية الحيوية لأن مكونات الغشاء مثل البروتينات يمكن أن تنقسم إلى مرحلة واحدة أو أخرى [23] وبالتالي يتم تركيزها أو تنشيطها محليًا. يعد الكوليسترول أحد المكونات المهمة بشكل خاص للعديد من أنظمة الطور المختلط ، والذي يعدل نفاذية الطبقة الثنائية ، والقوة الميكانيكية ، والتفاعلات الكيميائية الحيوية.

تحرير كيمياء السطح

في حين أن ذيول الدهون تعدل بشكل أساسي سلوك الطور الثنائي ، فإن مجموعة الرأس هي التي تحدد كيمياء سطح الطبقة الثنائية. تتكون معظم الطبقات الثنائية الطبيعية بشكل أساسي من الدهون الفوسفورية ، لكن الشحميات السفينجولية والستيرولات مثل الكوليسترول هي أيضًا مكونات مهمة. [24] من بين الفوسفوليبيدات ، فإن أكثر مجموعات الرأس شيوعًا هي فوسفاتيديل كولين (PC) ، وهو يمثل حوالي نصف الفوسفوليبيدات في معظم خلايا الثدييات. [25] PC عبارة عن مجموعة رأس zwitterionic ، حيث تحتوي على شحنة سالبة على مجموعة الفوسفات وشحنة موجبة على الأمين ، ولكن نظرًا لتوازن الشحنات المحلية ، لا توجد شحنة صافية.

توجد مجموعات أخرى أيضًا بدرجات متفاوتة ويمكن أن تشمل فوسفاتيديل سيرين (PS) فوسفاتيديل إيثانولامين (PE) وفوسفاتيديل جلسرين (PG). غالبًا ما تمنح مجموعات الرأس البديلة هذه وظائف بيولوجية محددة تعتمد إلى حد كبير على السياق. على سبيل المثال ، يعد وجود PS على وجه الغشاء خارج الخلية لكريات الدم الحمراء علامة على موت الخلايا المبرمج ، [26] في حين أن PS في حويصلات صفيحة النمو ضروري لنواة بلورات هيدروكسيباتيت وتمعدن العظام اللاحق. [27] [28] على عكس الكمبيوتر الشخصي ، تحمل بعض مجموعات الرأس الأخرى شحنة صافية ، والتي يمكن أن تغير التفاعلات الكهروستاتيكية للجزيئات الصغيرة مع الطبقة الثنائية. [29]

تحرير الاحتواء والفصل

يتمثل الدور الأساسي للطبقة الدهنية الثنائية في علم الأحياء في فصل الأجزاء المائية عن محيطها. بدون شكل من أشكال الحاجز الذي يحدّد "الذات" عن "غير الذات" ، من الصعب حتى تعريف مفهوم الكائن الحي أو الحياة. يأخذ هذا الحاجز شكل طبقة ثنائية الدهون في جميع أشكال الحياة المعروفة باستثناء عدد قليل من أنواع العتائق التي تستخدم طبقة دهنية أحادية متكيفة بشكل خاص. [7] حتى أنه تم اقتراح أن الشكل الأول للحياة ربما كان عبارة عن حويصلة دهنية بسيطة مع قدرتها الوحيدة على التخليق الحيوي تقريبًا هي إنتاج المزيد من الدهون الفوسفورية. [30] تعتمد قدرة التقسيم للطبقة الثنائية للدهون على حقيقة أن الجزيئات المحبة للماء لا يمكنها عبور نواة الطبقة الثنائية الكارهة للماء بسهولة ، كما تمت مناقشته في النقل عبر الطبقة الثنائية أدناه. تحتوي النواة والميتوكوندريا والبلاستيدات الخضراء على طبقتين من الدهون ، في حين أن الهياكل الأخرى شبه الخلوية محاطة بطبقة ثنائية ثنائية للدهون (مثل غشاء البلازما ، والشبكة الإندوبلازمية ، وجهاز جولجي والليزوزومات). انظر عضية. [31]

تحتوي بدائيات النوى على طبقة ثنائية واحدة من الدهون - غشاء الخلية (المعروف أيضًا باسم غشاء البلازما). تحتوي العديد من بدائيات النوى أيضًا على جدار خلوي ، لكن جدار الخلية يتكون من بروتينات أو كربوهيدرات طويلة السلسلة ، وليس دهونًا. في المقابل ، تمتلك حقيقيات النوى مجموعة من العضيات بما في ذلك النواة والميتوكوندريا والليزوزومات والشبكة الإندوبلازمية. كل هذه الأجزاء الخلوية الفرعية محاطة بواحدة أو أكثر من طبقات الدهون الثنائية ، وتشكل معًا عادةً غالبية منطقة الطبقة الثنائية الموجودة في الخلية. في خلايا الكبد على سبيل المثال ، يمثل غشاء البلازما اثنين بالمائة فقط من إجمالي مساحة الطبقة الثنائية للخلية ، بينما تحتوي الشبكة الإندوبلازمية على أكثر من خمسين بالمائة والميتوكوندريا على ثلاثين بالمائة أخرى. [32]

تحرير الإشارات

ربما يكون الشكل الأكثر شيوعًا للإشارات الخلوية هو الإرسال المتشابك ، حيث يتم نقل النبضات العصبية التي وصلت إلى نهاية خلية عصبية واحدة إلى خلية عصبية مجاورة عبر إطلاق الناقلات العصبية. أصبح هذا النقل ممكنًا من خلال عمل الحويصلات المشبكية المحملة بالناقلات العصبية التي سيتم إطلاقها. تندمج هذه الحويصلات مع غشاء الخلية في الطرف ما قبل المشبكي وتطلق محتوياتها إلى الجزء الخارجي من الخلية. ثم تنتشر المحتويات عبر المشبك إلى طرف ما بعد المشبك.

تشارك الطبقات الثنائية الدهنية أيضًا في نقل الإشارة من خلال دورها كمنزل لبروتينات الغشاء المتكاملة. هذه فئة واسعة ومهمة للغاية من الجزيء الحيوي. تشير التقديرات إلى أن ما يصل إلى ثلث البروتينات البشرية عبارة عن بروتينات غشائية. [33] بعض هذه البروتينات مرتبطة بالجزء الخارجي من غشاء الخلية. مثال على ذلك هو بروتين CD59 ، الذي يعرّف الخلايا على أنها "ذاتية" وبالتالي يمنع تدميرها بواسطة جهاز المناعة. يتهرب فيروس نقص المناعة البشرية من الجهاز المناعي جزئيًا عن طريق تطعيم هذه البروتينات من الغشاء المضيف على سطحه. [32] بدلاً من ذلك ، تخترق بعض بروتينات الغشاء كل الطريق من خلال الطبقة الثنائية وتعمل على نقل أحداث الإشارات الفردية من الخارج إلى داخل الخلية. الفئة الأكثر شيوعًا لهذا النوع من البروتين هي مستقبلات البروتين G (GPCR). تعد GPCRs مسؤولة عن الكثير من قدرة الخلية على الإحساس بمحيطها ، وبسبب هذا الدور المهم ، فإن ما يقرب من 40 ٪ من جميع الأدوية الحديثة تستهدف GPCRs. [34]

بالإضافة إلى العمليات التي تتم بوساطة البروتين والمحلول ، من الممكن أيضًا أن تشارك الطبقات الثنائية الدهنية بشكل مباشر في إرسال الإشارات. والمثال الكلاسيكي على ذلك هو البلعمة التي يسببها الفوسفاتيديل سيرين. عادة ، يتم توزيع فسفاتيديل سيرين بشكل غير متماثل في غشاء الخلية ويوجد فقط في الجانب الداخلي. أثناء موت الخلية المبرمج ، يوازن بروتين يسمى سكرامبلاز هذا التوزيع ، ويعرض فسفاتيديل سيرين على وجه الطبقة الثنائية خارج الخلية. يؤدي وجود الفوسفاتيديل سيرين إلى حدوث البلعمة لإزالة الخلية الميتة أو المحتضرة.

إن طبقة الدهون الثنائية هي بنية صعبة للغاية للدراسة لأنها رقيقة وهشة للغاية. على الرغم من هذه القيود ، فقد تم تطوير عشرات التقنيات على مدار السبعين عامًا الماضية للسماح بالتحقيق في هيكلها ووظيفتها.

تحرير القياسات الكهربائية

تعتبر القياسات الكهربائية طريقة مباشرة لوصف وظيفة مهمة للطبقة الثنائية: قدرتها على فصل ومنع تدفق الأيونات في المحلول. من خلال تطبيق جهد عبر الطبقة الثنائية وقياس التيار الناتج ، يتم تحديد مقاومة الطبقة الثنائية. عادةً ما تكون هذه المقاومة عالية جدًا (10 8 أوم - سم 2 أو أكثر) [35] نظرًا لأن اللب الكارهة للماء غير منفذة للأنواع المشحونة. يؤدي وجود عدد قليل من الثقوب على نطاق نانومتر إلى زيادة كبيرة في التيار. [36] حساسية هذا النظام من النوع الذي يمكن حتى حل نشاط القنوات الأيونية المفردة. [37]

تحرير المجهري الإسفار

لا توفر القياسات الكهربائية صورة فعلية مثل التصوير باستخدام المجهر. لا يمكن رؤية طبقات الدهون الثنائية في المجهر التقليدي لأنها رقيقة جدًا. من أجل رؤية الطبقات الثنائية ، غالبًا ما يستخدم الباحثون الفحص المجهري الفلوري. يتم تحفيز العينة بطول موجي واحد من الضوء ويتم ملاحظتها بطول موجة مختلف ، بحيث يتم رؤية جزيئات الفلورسنت ذات الإثارة المطابقة وملف الانبعاث فقط. طبقات الدهون الثنائية الطبيعية ليست متألقة ، لذلك يتم استخدام صبغة تلتصق بالجزيئات المرغوبة في الطبقة الثنائية. عادةً ما يقتصر الدقة على بضع مئات من النانومترات ، وهي أصغر بكثير من الخلية النموذجية ولكنها أكبر بكثير من سمك طبقة ثنائية الدهون.

تحرير المجهر الإلكتروني

يوفر المجهر الإلكتروني صورة عالية الدقة. في المجهر الإلكتروني ، تتفاعل حزمة من الإلكترونات المركزة مع العينة بدلاً من شعاع من الضوء كما هو الحال في الفحص المجهري التقليدي. بالاقتران مع تقنيات التجميد السريع ، تم استخدام المجهر الإلكتروني أيضًا لدراسة آليات النقل بين الخلايا وداخلها ، على سبيل المثال في إثبات أن الحويصلات الخارجة للخلايا هي وسيلة لإطلاق المواد الكيميائية في المشابك. [38]

مطيافية الرنين المغناطيسي النووي تحرير

31 يستخدم التحليل الطيفي P-NMR (الرنين المغناطيسي النووي) على نطاق واسع لدراسات طبقات الفسفوليبيد الثنائية والأغشية البيولوجية في الظروف الأصلية. يمكن أن يوفر التحليل [39] لـ 31 أطياف P-NMR للدهون مجموعة واسعة من المعلومات حول التعبئة ثنائية الطبقة للدهون ، وانتقالات الطور (طور الهلام ، طور الكريستال السائل الفسيولوجي ، مراحل التموج ، مراحل غير ثنائية الطبقة) ، اتجاه / ديناميكيات مجموعة رأس الدهون ، والخصائص المرنة للطبقة الثنائية للدهون النقية ونتيجة لارتباط البروتينات والجزيئات الحيوية الأخرى.

تحرير القوة الذرية المجهري

طريقة جديدة لدراسة طبقات الدهون الثنائية هي مجهر القوة الذرية (AFM). بدلاً من استخدام شعاع من الضوء أو الجسيمات ، يقوم طرف صغير جدًا بمسح السطح عن طريق الاتصال الجسدي بالطبقة الثنائية والتحرك عبرها ، مثل إبرة مشغل التسجيل. AFM هي تقنية واعدة لأنها تتمتع بإمكانية التصوير بدقة نانومترية في درجة حرارة الغرفة وحتى تحت الماء أو المخزن الفسيولوجي ، وهي ظروف ضرورية لسلوك الطبقة الثنائية الطبيعية. باستخدام هذه القدرة ، تم استخدام AFM لفحص السلوك الديناميكي للطبقة الثنائية بما في ذلك تشكيل مسام عبر الغشاء (ثقوب) [40] وتحولات الطور في الطبقات الثنائية المدعومة. [41] ميزة أخرى هي أن AFM لا يتطلب وضع العلامات الفلورية أو النظيرية للدهون ، حيث يتفاعل طرف المسبار ميكانيكيًا مع سطح الطبقة الثنائية. لهذا السبب ، يمكن للفحص نفسه تصوير كل من الدهون والبروتينات المرتبطة بها ، حتى في بعض الأحيان بدقة جزيء واحد. [40] [42] يمكن لـ AFM أيضًا التحقيق في الطبيعة الميكانيكية لطبقات ثنائية الدهون. [43]

تحرير التداخل الاستقطاب المزدوج

تُظهر الطبقات الثنائية الدهنية مستويات عالية من الانكسار حيث يختلف معامل الانكسار في مستوى الطبقة الثنائية عن تلك العمودية بمقدار 0.1 وحدة من معامل الانكسار. تم استخدام هذا لتوصيف درجة النظام والاضطراب في الطبقات الثنائية باستخدام قياس التداخل ثنائي الاستقطاب لفهم آليات تفاعل البروتين.

تحرير الحسابات الكيميائية الكم

طبقات الدهون الثنائية هي أنظمة جزيئية معقدة تتمتع بدرجات عديدة من الحرية. وبالتالي ، فإن المحاكاة الذرية للغشاء وخاصة الحسابات الأولية لخصائصه صعبة ومكلفة من الناحية الحسابية. تم إجراء الحسابات الكيميائية الكمومية مؤخرًا بنجاح لتقدير لحظات ثنائية القطب ورباعية الأقطاب من الأغشية الدهنية. [44]

تحرير الانتشار السلبي

معظم الجزيئات القطبية لها قابلية ذوبان منخفضة في قلب الهيدروكربون لطبقة ثنائية للدهون ، ونتيجة لذلك ، لها معاملات نفاذية منخفضة عبر الطبقة الثنائية. يكون هذا التأثير واضحًا بشكل خاص للأنواع المشحونة ، والتي لها معاملات نفاذية أقل من الجزيئات القطبية المحايدة. [45] تمتلك الأنيونات عادةً معدل انتشار أعلى من خلال طبقات ثنائية من الكاتيونات. [46] [47] بالمقارنة مع الأيونات ، فإن جزيئات الماء في الواقع لها نفاذية كبيرة نسبيًا من خلال الطبقة الثنائية ، كما يتضح من الانتفاخ التناضحي. عندما توضع خلية أو حويصلة ذات تركيز ملح داخلي مرتفع في محلول بتركيز ملح منخفض ، فإنها تنتفخ وتنفجر في النهاية. لن تتم ملاحظة مثل هذه النتيجة ما لم يكن الماء قادرًا على المرور عبر الطبقة الثنائية بسهولة نسبية. لا تزال النفاذية الكبيرة بشكل غير طبيعي للمياه من خلال الطبقات الثنائية غير مفهومة تمامًا ولا تزال موضع نقاش نشط. [48] ​​تنتشر الجزيئات القطبية الصغيرة غير المشحونة من خلال طبقات الدهون الثنائية بعدة مرات من حيث الحجم أسرع من الأيونات أو الماء. هذا ينطبق على كل من الدهون والمذيبات العضوية مثل الكلوروفورم والأثير. بغض النظر عن طبيعتها القطبية ، تنتشر الجزيئات الأكبر بشكل أبطأ عبر طبقات ثنائية للدهون من الجزيئات الصغيرة. [49]

مضخات الأيونات والقنوات تحرير

تتعامل فئتان خاصتان من البروتين مع التدرجات الأيونية الموجودة عبر الأغشية الخلوية وشبه الخلوية في قنوات الطبيعة والمضخات الأيونية. كل من المضخات والقنوات عبارة عن بروتينات غشائية متكاملة تمر عبر الطبقة الثنائية ، لكن أدوارها مختلفة تمامًا. مضخات الأيونات هي البروتينات التي تبني التدرجات الكيميائية وتحافظ عليها من خلال استخدام مصدر طاقة خارجي لتحريك الأيونات ضد تدرج التركيز إلى منطقة ذات إمكانات كيميائية أعلى. يمكن أن يكون مصدر الطاقة ATP ، كما هو الحال بالنسبة لـ Na + -K + ATPase. بدلاً من ذلك ، يمكن أن يكون مصدر الطاقة عبارة عن تدرج كيميائي آخر موجود بالفعل ، كما هو الحال في Ca 2+ / Na + antiporter. من خلال عمل المضخات الأيونية ، تكون الخلايا قادرة على تنظيم الأس الهيدروجيني عن طريق ضخ البروتونات.

على عكس المضخات الأيونية ، لا تقوم القنوات الأيونية ببناء تدرجات كيميائية بل تبددها من أجل أداء العمل أو إرسال إشارة. ربما يكون المثال الأكثر دراية والأكثر دراية هو قناة Na + ذات الجهد الكهربائي ، والتي تسمح بتوصيل جهد الفعل على طول الخلايا العصبية. تحتوي جميع مضخات الأيونات على نوع من آلية الزناد أو "البوابة". في المثال السابق كان التحيز الكهربائي ، ولكن يمكن تنشيط القنوات الأخرى عن طريق ربط ناهض جزيئي أو من خلال تغيير توافقي في بروتين آخر قريب. [50]

تحرير الإلتقام والإفراز الخلوي

بعض الجزيئات أو الجزيئات كبيرة جدًا أو محبة للماء لدرجة لا تسمح لها بالمرور عبر طبقة ثنائية من الدهون. يمكن للجزيئات الأخرى أن تمر عبر الطبقة الثنائية ولكن يجب نقلها بسرعة بأعداد كبيرة بحيث يكون النقل من نوع القناة غير عملي. في كلتا الحالتين ، يمكن نقل هذه الأنواع من البضائع عبر غشاء الخلية من خلال اندماج الحويصلات أو تبرعمها. عندما يتم إنتاج حويصلة داخل الخلية وتندمج مع غشاء البلازما لتحرير محتوياتها في الفضاء خارج الخلية ، تُعرف هذه العملية باسم خروج الخلايا. في العملية العكسية ، ستندمج منطقة من غشاء الخلية إلى الداخل وتغلق في النهاية ، وتحيط بجزء من السائل خارج الخلية لنقله إلى الخلية. تعتمد عملية الالتقام الخلوي والإفراز الخلوي على آلية جزيئية مختلفة تمامًا لتعمل ، لكن العمليتين مرتبطتان ارتباطًا وثيقًا ولا يمكنهما العمل بدون بعضهما البعض. الآلية الأساسية لهذا الترابط هي الكمية الكبيرة من المواد الدهنية المتضمنة. [51] في خلية نموذجية ، تنتقل منطقة من الطبقة الثنائية تعادل غشاء البلازما بأكمله خلال دورة الالتقام / الإفراز الخلوي في حوالي نصف ساعة. [52] إذا لم تتوازن هاتان العمليتان مع بعضهما البعض ، فستنتفخ الخلية إلى الخارج إلى حجم لا يمكن التحكم فيه أو تستنفد غشاء البلازما تمامًا في غضون فترة زمنية قصيرة.

خروج الخلايا في بدائيات النوى: إفراز الخلايا الحويصلي الغشائي ، المعروف باسم تهريب الحويصلة الغشائية ، الحائز على جائزة نوبل (عام 2013) ، يُنظر إليه تقليديًا على أنه امتياز للخلايا حقيقية النواة. [53] هذا خرافة ومع ذلك ، فقد تم كسره مع الكشف عن أن الحويصلات النانوية ، المعروفة باسم حويصلات الغشاء البكتيرية الخارجية ، التي تطلقها الميكروبات سالبة الجرام ، تنقل جزيئات الإشارة البكتيرية إلى الخلايا المضيفة أو المستهدفة [54] لتنفيذ عمليات متعددة لصالح الميكروب المفرز ، على سبيل المثال ، في غزو ​​الخلية المضيفة [55] والتفاعلات بين الميكروب والبيئة بشكل عام. [56]

تحرير Electroporation

Electroporation هي الزيادة السريعة في نفاذية الطبقة الثنائية الناتجة عن تطبيق مجال كهربائي صناعي كبير عبر الغشاء. تجريبيًا ، يتم استخدام التثقيب الكهربائي لإدخال جزيئات ماء في الخلايا. إنها تقنية مفيدة بشكل خاص للجزيئات الكبيرة عالية الشحنة مثل الحمض النووي ، والتي لن تنتشر بشكل سلبي عبر قلب الطبقة الثنائية الكارهة للماء. [57] وبسبب هذا ، يعتبر التثقيب الكهربائي أحد الطرق الرئيسية لترنسفكأيشن وكذلك التحول البكتيري. لقد تم اقتراح أن التثقيب الكهربائي الناتج عن ضربات الصواعق يمكن أن يكون آلية لنقل الجينات الأفقي الطبيعي. [58]

تؤثر هذه الزيادة في النفاذية بشكل أساسي على نقل الأيونات والأنواع المائية الأخرى ، مما يشير إلى أن الآلية هي إنشاء ثقوب مملوءة بالماء على نطاق نانومتر في الغشاء. على الرغم من أن كلا من التثقيب الكهربائي والانهيار العازل ينتج عن تطبيق مجال كهربائي ، فإن الآليات المعنية تختلف اختلافًا جوهريًا. في حالة الانهيار العازل الكهربائي ، تتأين مادة الحاجز ، مما يخلق مسارًا موصلًا. وبالتالي ، فإن تغيير المادة هو مادة كيميائية بطبيعتها. على النقيض من ذلك ، أثناء التثقيب الكهربائي ، لا يتم تغيير جزيئات الدهون كيميائيًا ولكن يتم تغيير موضعها ببساطة ، مما يؤدي إلى فتح المسام الذي يعمل كمسار موصل عبر الطبقة الثنائية لأنها مليئة بالماء.

طبقات الدهون الثنائية هي هياكل كبيرة بما يكفي للحصول على بعض الخصائص الميكانيكية للسوائل أو المواد الصلبة. معامل ضغط المنطقة Kأ، معامل الانحناء Kب، وطاقة الحافة Λ < displaystyle Lambda> ، يمكن استخدامها لوصفها. تحتوي الطبقات الثنائية الدهنية الصلبة أيضًا على معامل القص ، ولكن مثل أي سائل ، فإن معامل القص هو صفر لطبقات ثنائية السوائل. تؤثر هذه الخصائص الميكانيكية على كيفية عمل الغشاء. كأ وكب تؤثر على قدرة البروتينات والجزيئات الصغيرة على الاندماج في الطبقة الثنائية ، [59] [60] وقد أظهرت الخصائص الميكانيكية ثنائية الطبقة أنها تغير وظيفة القنوات الأيونية المنشطة ميكانيكيًا. [61] تتحكم الخواص الميكانيكية ثنائية الطبقة أيضًا في أنواع الإجهاد التي يمكن للخلية تحملها دون تمزق. Although lipid bilayers can easily bend, most cannot stretch more than a few percent before rupturing. [62]

As discussed in the Structure and organization section, the hydrophobic attraction of lipid tails in water is the primary force holding lipid bilayers together. Thus, the elastic modulus of the bilayer is primarily determined by how much extra area is exposed to water when the lipid molecules are stretched apart. [63] It is not surprising given this understanding of the forces involved that studies have shown that Kأ varies strongly with osmotic pressure [64] but only weakly with tail length and unsaturation. [10] Because the forces involved are so small, it is difficult to experimentally determine Kأ. Most techniques require sophisticated microscopy and very sensitive measurement equipment. [43] [65]

In contrast to Kأ, which is a measure of how much energy is needed to stretch the bilayer, Kب is a measure of how much energy is needed to bend or flex the bilayer. Formally, bending modulus is defined as the energy required to deform a membrane from its intrinsic curvature to some other curvature. Intrinsic curvature is defined by the ratio of the diameter of the head group to that of the tail group. For two-tailed PC lipids, this ratio is nearly one so the intrinsic curvature is nearly zero. If a particular lipid has too large a deviation from zero intrinsic curvature it will not form a bilayer and will instead form other phases such as micelles or inverted micelles. Addition of small hydrophilic molecules مثل السكروز into mixed lipid lamellar liposomes made from galactolipid-rich thylakoid membranes destabilises bilayers into micellar مرحلة. [66] Typically, Kب is not measured experimentally but rather is calculated from measurements of Kأ and bilayer thickness, since the three parameters are related.

Fusion is the process by which two lipid bilayers merge, resulting in one connected structure. If this fusion proceeds completely through both leaflets of both bilayers, a water-filled bridge is formed and the solutions contained by the bilayers can mix. Alternatively, if only one leaflet from each bilayer is involved in the fusion process, the bilayers are said to be hemifused. Fusion is involved in many cellular processes, in particular in eukaryotes, since the eukaryotic cell is extensively sub-divided by lipid bilayer membranes. Exocytosis, fertilization of an egg by sperm activation, and transport of waste products to the lysozome are a few of the many eukaryotic processes that rely on some form of fusion. Even the entry of pathogens can be governed by fusion, as many bilayer-coated viruses have dedicated fusion proteins to gain entry into the host cell.

There are four fundamental steps in the fusion process. [25] First, the involved membranes must aggregate, approaching each other to within several nanometers. Second, the two bilayers must come into very close contact (within a few angstroms). To achieve this close contact, the two surfaces must become at least partially dehydrated, as the bound surface water normally present causes bilayers to strongly repel. The presence of ions, in particular divalent cations like magnesium and calcium, strongly affects this step. [69] [70] One of the critical roles of calcium in the body is regulating membrane fusion. Third, a destabilization must form at one point between the two bilayers, locally distorting their structures. The exact nature of this distortion is not known. One theory is that a highly curved "stalk" must form between the two bilayers. [71] Proponents of this theory believe that it explains why phosphatidylethanolamine, a highly curved lipid, promotes fusion. [72] Finally, in the last step of fusion, this point defect grows and the components of the two bilayers mix and diffuse away from the site of contact.

The situation is further complicated when considering fusion في الجسم الحي since biological fusion is almost always regulated by the action of membrane-associated proteins. The first of these proteins to be studied were the viral fusion proteins, which allow an enveloped virus to insert its genetic material into the host cell (enveloped viruses are those surrounded by a lipid bilayer some others have only a protein coat). Eukaryotic cells also use fusion proteins, the best-studied of which are the SNAREs. SNARE proteins are used to direct all vesicular intracellular trafficking. Despite years of study, much is still unknown about the function of this protein class. In fact, there is still an active debate regarding whether SNAREs are linked to early docking or participate later in the fusion process by facilitating hemifusion. [74]

In studies of molecular and cellular biology it is often desirable to artificially induce fusion. The addition of polyethylene glycol (PEG) causes fusion without significant aggregation or biochemical disruption. This procedure is now used extensively, for example by fusing B-cells with myeloma cells. [75] The resulting “hybridoma” from this combination expresses a desired antibody as determined by the B-cell involved, but is immortalized due to the melanoma component. Fusion can also be artificially induced through electroporation in a process known as electrofusion. It is believed that this phenomenon results from the energetically active edges formed during electroporation, which can act as the local defect point to nucleate stalk growth between two bilayers. [76]

Lipid bilayers can be created artificially in the lab to allow researchers to perform experiments that cannot be done with natural bilayers. They can also be used in the field of Synthetic Biology, to define the boundaries of artificial cells. These synthetic systems are called model lipid bilayers. There are many different types of model bilayers, each having experimental advantages and disadvantages. They can be made with either synthetic or natural lipids. Among the most common model systems are:

To date, the most successful commercial application of lipid bilayers has been the use of liposomes for drug delivery, especially for cancer treatment. (Note- the term “liposome” is in essence synonymous with “vesicle” except that vesicle is a general term for the structure whereas liposome refers to only artificial not natural vesicles) The basic idea of liposomal drug delivery is that the drug is encapsulated in solution inside the liposome then injected into the patient. These drug-loaded liposomes travel through the system until they bind at the target site and rupture, releasing the drug. In theory, liposomes should make an ideal drug delivery system since they can isolate nearly any hydrophilic drug, can be grafted with molecules to target specific tissues and can be relatively non-toxic since the body possesses biochemical pathways for degrading lipids. [77]

The first generation of drug delivery liposomes had a simple lipid composition and suffered from several limitations. Circulation in the bloodstream was extremely limited due to both renal clearing and phagocytosis. Refinement of the lipid composition to tune fluidity, surface charge density, and surface hydration resulted in vesicles that adsorb fewer proteins from serum and thus are less readily recognized by the immune system. [78] The most significant advance in this area was the grafting of polyethylene glycol (PEG) onto the liposome surface to produce “stealth” vesicles, which circulate over long times without immune or renal clearing. [79]

The first stealth liposomes were passively targeted at tumor tissues. Because tumors induce rapid and uncontrolled angiogenesis they are especially “leaky” and allow liposomes to exit the bloodstream at a much higher rate than normal tissue would. [80] More recently [ when? ] work has been undertaken to graft antibodies or other molecular markers onto the liposome surface in the hope of actively binding them to a specific cell or tissue type. [81] Some examples of this approach are already in clinical trials. [82]

Another potential application of lipid bilayers is the field of biosensors. Since the lipid bilayer is the barrier between the interior and exterior of the cell, it is also the site of extensive signal transduction. Researchers over the years have tried to harness this potential to develop a bilayer-based device for clinical diagnosis or bioterrorism detection. Progress has been slow in this area and, although a few companies have developed automated lipid-based detection systems, they are still targeted at the research community. These include Biacore (now GE Healthcare Life Sciences), which offers a disposable chip for utilizing lipid bilayers in studies of binding kinetics [83] and Nanion Inc., which has developed an automated patch clamping system. [84] Other, more exotic applications are also being pursued such as the use of lipid bilayer membrane pores for DNA sequencing by Oxford Nanolabs. To date, this technology has not proven commercially viable.

A supported lipid bilayer (SLB) as described above has achieved commercial success as a screening technique to measure the permeability of drugs. هذه صarallel أrtificial مembrane صermeability أssay PAMPA technique measures the permeability across specifically formulated lipid cocktail(s) found to be highly correlated with Caco-2 cultures, [85] [86] the gastrointestinal tract, [87] blood–brain barrier [88] and skin. [89]

By the early twentieth century scientists had come to believe that cells are surrounded by a thin oil-like barrier, [90] but the structural nature of this membrane was not known. Two experiments in 1925 laid the groundwork to fill in this gap. By measuring the capacitance of erythrocyte solutions, Hugo Fricke determined that the cell membrane was 3.3 nm thick. [91]

Although the results of this experiment were accurate, Fricke misinterpreted the data to mean that the cell membrane is a single molecular layer. Prof. Dr. Evert Gorter [92] (1881–1954) and F. Grendel of Leiden University approached the problem from a different perspective, spreading the erythrocyte lipids as a monolayer on a Langmuir-Blodgett trough. When they compared the area of the monolayer to the surface area of the cells, they found a ratio of two to one. [93] Later analyses showed several errors and incorrect assumptions with this experiment but, serendipitously, these errors canceled out and from this flawed data Gorter and Grendel drew the correct conclusion- that the cell membrane is a lipid bilayer. [25]

This theory was confirmed through the use of electron microscopy in the late 1950s. Although he did not publish the first electron microscopy study of lipid bilayers [94] J. David Robertson was the first to assert that the two dark electron-dense bands were the headgroups and associated proteins of two apposed lipid monolayers. [95] [96] In this body of work, Robertson put forward the concept of the “unit membrane.” This was the first time the bilayer structure had been universally assigned to all cell membranes as well as organelle membranes.

Around the same time, the development of model membranes confirmed that the lipid bilayer is a stable structure that can exist independent of proteins. By “painting” a solution of lipid in organic solvent across an aperture, Mueller and Rudin were able to create an artificial bilayer and determine that this exhibited lateral fluidity, high electrical resistance and self-healing in response to puncture, [97] all of which are properties of a natural cell membrane. A few years later, Alec Bangham showed that bilayers, in the form of lipid vesicles, could also be formed simply by exposing a dried lipid sample to water. [98] This was an important advance, since it demonstrated that lipid bilayers form spontaneously via self assembly and do not require a patterned support structure.

In 1977, a totally synthetic bilayer membrane was prepared by Kunitake and Okahata, from a single organic compound, didodecyldimethylammonium bromide. [99] It clearly shows that the bilayer membrane was assembled by the van der Waals interaction.


Synthesis of Membrane Proteins and the "Signal Hypothesis"

All of a cell’s proteins are synthesized by ribosomes, including, of course, those proteins that are destined for inclusion in the plasma membrane.

Cytoplasmic ri­bosomes in eukaryotic cells occur in two states: (1) “attached” (ribosomes associated with the mem­branes of the endoplasmic reticulum) and (2) “free” (ribosomes freely dispersed in the cytosol). Both attached and free ribosomes are be­lieved to contribute proteins to the plasma membrane.

Synthesis of Membrane Proteins and the “Signal Hypothesis”:

Principally as a result of the work of G. Blobel, D. D. Sabatini, C. M. Redman, C. Milstein, J. E. Rothman, J. Lenard, and H. F. Lodish, the mechanism that routes newly synthesized proteins to their proper des­tinations in the cell has gradually unfolded. A major contribution to this end has been the confirmation of the signal hypothesis proposed in the early 1970s by Blobel and Sabatini.

According to this hypothesis (Fig. 15-19), proteins that are to be either (a) secreted from the cell, (b) dispatched to lysosomes, or (c) incor­porated into the plasma membrane or membranes of the endoplasmic reticulum are encoded by mRNA molecules that contain a special nucleotide sequence called a “signal.”

The signal segment encodes a chain of about 16 to 26 amino acids that appears at or near the beginning of the polypeptide chain. Near its N- terminus, the signal sequence contains polar, basic residues, whereas the central domain is apolar. When a ribosome attaches to the mRNA in the cytosol and begins to translate the message, the signal sequence or signal peptide emerging from the ribosome is rec­ognized by a ribonucleoprotein complex in the cytosol called the signal recognition particle (i.e., SRP).

SRP, which consists of a 7 S cytoplasmic RNA mole­cule and six polypeptides, binds to the signal se­quence, bringing about a temporary halt to protein synthesis by that ribosome. Synthesis is resumed only if the SRP-ribosome complex attaches to the endo­plasmic reticulum ribosomes synthesizing polypep­tides that lack a signal sequence do not interact with SRP and do not attach to the endoplasmic reticulum.

The amino acid sequences of a number of signal pep­tides have now been determined. Although they con­tain a specific distribution of hydrophobic and charged residues, no primary sequence homologies appear to exist. Consequently, it is be­lieved that SRP must recognize certain features con­tained in the signal peptide’s secondary and tertiary structure.

SRP-ribosome complexes attach to the endoplas­mic reticulum at specific sites occupied by SRP recep­tors (also called docking proteins). Once “docking” is completed, the SRP-ribosome-docking protein inter­action is replaced by a functional ribosome- membrane junction and the synthesis of the polypep­tide encoded by the mRNA is resumed. SRP returns to the cytosol where it can participate in another round of signal recognition and docking (i.e., the “SRP cycle” of Fig. 15-19a).

When protein synthesis is resumed by the docked ribosome, the elongating polypeptide chain passes through the ER membrane into the intracisternal space. This process, termed “translocation,” is presumed to involve active partici­pation of elements of the membrane. Translocation of the growing polypeptide into the intracisternal space is depicted in Figure 15-19 as taking place through a pore-like opening in the membrane solely to indicate that the membrane’s permeability barrier is tran­siently altered.

However, it is not known with cer­tainty whether translocation through the membrane takes place through such a proteinaceous water-filled channel or directly through the lipid bilayer. In most instances, the signal sequence is eventually cleaved from the remainder of the growing polypeptide by an extrinsic enzyme called signal peptidase attached to the lumenal surface of the ER.

If the protein being synthesized is destined for secretion from the cell, completion of synthesis is followed by the protein’s re­lease from the ribosome into the intracisternal space. The ribosome then detaches from the membrane and the mRNA and may participate in another round of protein synthesis. At the same time, the permeability barrier of the ER is restored.

Proteins discharged into the ER cisternae in this manner are ultimately con­veyed to the Golgi apparatus for chemical modifica­tion prior to secretion. In the case of pro­teins destined to be regular constituents of the endoplasmic reticulum or the plasma membrane, translocation into the intracisternal space is aborted before synthesis is finished so that the polypeptide is left anchored in the membrane (Fig. 15-19b). The in­formation halting the translocation is likely contained in the polypeptide itself and is recognized by the translocation apparatus.

For peripheral membrane proteins facing the exte­rior of the cell or the lumenal phase of the ER, the sig­nal sequence is followed by synthesis of the hydro- philic portion of the polypeptide. If an integral membrane protein is being synthesized, the hydro- philic portion is followed by a hydrophobic segment that remains anchored in the lipid bilayer. For pro­teins that span the membrane, synthesis is completed with the production of a final hydrophilic segment that faces the cytosol.

By comparing parts a and b of Figure 15-19, it is seen that the major distinction between the synthesis of secretory proteins and membrane proteins is that secretory proteins are released into the lumenal phase of the ER, whereas membrane proteins remain an­chored in the ER.

Addition of sugars to presumptive plasma membrane glycoproteins may occur soon after the hydrophilic portions of the molecules enter the ER cisternae. The membrane glycoprotein then migrates from the ER to the Golgi apparatus. Although the mechanism for this transfer is still uncertain, it is be­lieved to take place either by dispatchment of small vesicles from the ER, which then migrate to and fuse with the Golgi membranes, or by lat­eral “flow” along the ER membranes to the Golgi. Glycosylation of the membrane proteins is completed in the Golgi apparatus.

The Golgi apparatus dis­patches completed plasma membrane glycoproteins as small vesicles that migrate to and fuse with the plasma membrane. The overall process is summarized in Figure 15-20, which also shows that the intracellular/extracellular orientation of the mem­brane protein is maintained throughout its passage from the ER to the plasma membrane.

Some integral proteins have hydrophilic parts that face the interior of the cell and some peripheral proteins are associated only with the mem­brane’s cytoplasmic face. Although a similar mecha­nism is not precluded for the synthesis of these mem­brane proteins, they could be synthesized by free ribosomes.

Following release of these proteins in the cytosol they may diffuse to the plasma membrane. In­tegral proteins would be spontaneously inserted into the membrane by a hydrophobic segment (Fig. 15- 20), whereas peripheral proteins would attach to the membrane through polar interactions. Peripheral pro­teins reaching the plasma membrane in this manner could not pass through the membrane to the exterior surface because they could not traverse the hydropho­bic membrane core.

Prokaryotic cells do not contain an endoplasmic reticulum. Secretory proteins and new plasma membrane proteins are synthesized by ri­bosomes that attach to the inner surface of the plasma membrane. As in eukaryotic cells, ribosome attach­ment follows synthesis of a signal peptide encoded in the protein’s mRNA. The protein is then dispatched through the cell membrane and into the extracellular space.

Synthesis of Membrane Lipids:

In eukaryotic cells, phospholipid synthesis is associ­ated with the endoplasmic reticulum, whereas in pro­karyotic cells lipid synthesis is a property of the cyto­plasmic half of the plasma membrane. It is therefore likely that lipid synthesis in eukaryotic cells takes place in the cytoplasmic half of the ER membranes.

Following synthesis, the phospholipid becomes at least temporarily part of the interior monolayer but may ei­ther be enzymatically translocated to the outer layer or flip-flop between the two layers. In view of the fact that outer monolayer lipids are derived from the inner monolayer, an absolute asymmetry is precluded.

Because in prokaryotic cells lipid synthesis occurs in the plasma membrane, incorporation into the mem­brane’s structure is direct. In eukaryotic cells, how­ever, presumptive plasma membrane lipid must make its way from the ER to the plasma membrane.

This is believed to occur by one or both of two processes. Newly synthesized lipids inserted into ER membranes may make their way to the plasma membrane by the same mechanism that translocates ER membrane proteins (Fig. 15-20) that is both membrane proteins and lipids pass from the ER to the Golgi apparatus and are later dispatched to the plasma membrane via small vesicles.

The cytosol of eukaryotic cells contains a number of phospholipid transport proteins that function to transfer phospholipid molecules from one cellular membrane to another. These transport pro­teins might also play a major role in mediating the passage of phospholipids from the membranes of the ER to the plasma membrane.


خيارات الوصول

احصل على حق الوصول الكامل إلى دفتر اليومية لمدة عام واحد

جميع الأسعار أسعار صافي.
سيتم إضافة ضريبة القيمة المضافة في وقت لاحق عند الخروج.
سيتم الانتهاء من حساب الضريبة أثناء الخروج.

احصل على وصول محدود أو كامل للمقالات على ReadCube.

جميع الأسعار أسعار صافي.


New rapid synthesis developed for bilayer graphene and high-performance transistors

This is concept art of the crystal structure (top view) of AB-stacked bilayer graphene. Credit: Peter Allen, UCSB

Researchers at University of California, Santa Barbara, in collaboration with Rice University, have recently demonstrated a rapid synthesis technique for large-area Bernal (or AB) stacked bilayer graphene films that can open up new pathways for digital electronics and transparent conductor applications.

The invention also includes the first demonstration of a bilayer graphene double-gate field-effect transistor (FET), showing record ON/OFF transistor switching ratio and carrier mobility that could drive future ultra-low power and low-cost electronics.

Graphene is the thinnest known (

0.5 nanometer per layer) 2-dimensional atomic crystal. It has attracted wide interest due to its promising electrical and thermal properties and potential applications in electronics and photonics. However, many of those applications are significantly restricted by the zero band gap of graphene that results in leaky transistors not suitable for digital electronics.

"In addition to its atomically smooth surfaces, a considerable band gap of up to

0.25 eV can be opened up in bilayer graphene by creating a potential difference between the two layers, and thereby breaking the inherent symmetry, if the two layers can be aligned along a certain (Bernal or AB) orientation" explained Kaustav Banerjee, professor of electrical and computer engineering and Director of the Nanoelectronics Research Lab at UCSB. "The dual-gated transistors were specifically designed to allow such potential difference to be established between the layers through one of the gates, while the second gate modulated the carriers in the channel," he added. Banerjee's research team also includes UCSB researchers Wei Liu, Stephan Kraemer, Deblina Sarkar, Hong Li and Professor Pulickel Ajayan of Rice University. Their study was recently published in Chemistry of Materials.

This is concept art of a schematic view of an AB-stacked graphene film synthesized by UC Santa Barbara researchers using a stoichiometry engineered bifunctional alloy catalyst. Credit: Peter Allen, UCSB

The graphene films were grown in a deterministic manner using an engineered bifunctional (Cu:Ni) alloy surface at a relatively low temperature of 920 °C. Large-area (> 3 inch x 3 inch) Bernal (or AB) stacked bilayer graphene growth was demonstrated within few minutes and with nearly 100% area coverage. The bilayer graphene films exhibited electron mobility as high as 3450 cm2/(V*s), which is comparable to that of exfoliated bilayer graphene, thereby confirming very high-quality. The quality of grown graphene was further corroborated by demonstration of high-performance FETs with record ON/OFF ratio that is a key requirement in low-power digital electronics.

"Achieving surface catalytic graphene growth mode and precise control of the surface carbon concentration were key factors for the favorable growth kinetics for AB stacked bilayer graphene," explained Wei Liu, a post-doctoral researcher in Banerjee's group and a co-author of the article. In 2011, Banerjee's group demonstrated a large-area monolayer graphene synthesis method using a copper substrate as catalyst.

Bilayer graphene is close to monolayer graphene in terms of the film thickness with a hexagonal atomic structure and can be derived from its layered bulk form (graphite) in which adjacent layers are held together by relatively weak van der Waals forces. "However, apart from its band gap tunability, bilayer graphene has some key advantages over monolayer graphene. It has higher density of states and suffers much less from interface effects, which are beneficial for improving the current carrying capability," Liu continued.

"This demonstration is very impressive and should have far-reaching implications for the entire 2D materials community," commented Professor Ali Javey, of University of California, Berkeley and a Co-Director of the Bay Area Photovoltaic Consortium (BAPVC).


بيروكسيسومات

Peroxisomes are small, round organelles enclosed by single membranes. They carry out oxidation reactions that break down fatty acids and amino acids. They also detoxify many poisons that may enter the body. Alcohol is detoxified by peroxisomes in liver cells. A byproduct of these oxidation reactions is hydrogen peroxide, H2ا2, which is contained within the peroxisomes to prevent the chemical from causing damage to cellular components outside of the organelle. Hydrogen peroxide is safely broken down by peroxisomal enzymes into water and oxygen.


Endoplasmic Reticulum Function

The ER plays a number of roles within the cell, from protein synthesis and lipid metabolism to detoxification of the cell. Cisternae, each of the small folds of the endoplasmic reticulum, are commonly associated with lipid metabolism. This creates the plasma membrane of the cell, as well as additional endoplasmic reticulum and organelles. They also appear to be important in maintaining the Ca 2+ balance within the cell and in the interaction of the ER with mitochondria. This interaction also influences the aerobic status of the cell.

Although ER sheets and tubules appear to have distinct functions, there isn’t a perfect delineation of roles. For instance, in mammals tubules and sheets can interconvert, making the cells adaptable to various conditions. The relationship between structure and function in the ER has not been completely elucidated.

Protein Synthesis and Folding

Protein synthesis occurs in the rough endoplasmic reticulum. Although translation for all proteins begins in the cytoplasm, some are moved into the ER in order to be folded and sorted for different destinations. Proteins that are translocated into the ER during translation are often destined for secretion. Initially, these proteins are folded within the ER and then moved into the Golgi apparatus where they can be dispatched towards other organelles.

For instance, the hydrolytic enzymes in the lysosome are generated in this manner. Alternately, these proteins could be secreted from the cell. This is the origin of the enzymes of the digestive tract. The third potential role for proteins translated in the ER is to remain within the endomembrane system itself. This is particularly true for chaperone proteins that assist in the folding of other proteins. The genes encoding these proteins are upregulated when the cell is under stress from unfolded proteins.

Lipid Synthesis

The smooth endoplasmic reticulum plays an important role in cholesterol and phospholipid biosynthesis. Therefore, this section of the ER is important not only for the generation and maintenance of the plasma membrane but of the extensive endomembrane system of the ER itself.

The SER is enriched in enzymes involved in sterol and steroid biosynthetic pathways and is also necessary for the synthesis of steroid hormones. Therefore the SER is extremely prominent in the cells of the adrenal gland that secrete five different groups of steroid hormones that influence the metabolism of the entire body. The synthesis of these hormones also involves enzymes within the mitochondria, further underscoring the relationship between these two organelles.

Calcium Store

The SER is an important site for the storage and release of calcium in the cell. A modified form of the SER called sarcoplasmic reticulum forms an extensive network in contractile cells such as muscle fibers. Calcium ions are also involved in the regulation of metabolism in the cell and can change cytoskeletal dynamics.

The extensive nature of the ER network allows it to interact with the plasma membrane and use Ca 2+ for signal transduction and modulation of nuclear activity. In association with mitochondria, the ER can also use its calcium stores to induce apoptosis in response to stress.


What Is the Purpose of a Phospholipid Bilayer?

The phospholipid bilayer's function is to maintain a barrier between the cell and its external environment and to store and transport a variety of proteins that are essential to the cell's function. It controls what enters and exits the cell.

The phospholipid bilayer serves as the main barrier between the cell's internal components and its extracellular environment, which consists mainly of the cytoplasm. By doing this, it controls and maintains a balance of molecules that are present in the cell, such as proteins and ions. Several proteins exist in the bilayer that help to control what enters and exits the cell. These are often referred to as transmembrane or transporter proteins. The cell alters the gene expression of these proteins to create more or less in response to its need to transport items across the membrane.

While the uptake of molecules into the cell is one major function, the bilayer also serves to prevent certain molecules from entering that may be harmful to the cell. Molecules housed on the surface of the bilayer have several other functions in addition to transport. For example, they may serve as communicating molecules, signaling messages between the internal part of the cell and external molecules such as proteins.



تعليقات:

  1. Colla

    أعتقد أنه خطأ. أنا متأكد. دعونا نحاول مناقشة هذا. اكتب لي في PM.

  2. Fateh

    يا له من سؤال ممتع

  3. Warner

    واحد ونفسه...

  4. Montaine

    يلعب CSKA و Moscow Spartak.

  5. Willis

    لا ، حسنًا ، من الواضح أنه لا ينبغي نشره على الإنترنت.



اكتب رسالة